尼康 TS2 显微镜是一款常用于生物学研究的仪器，以下是使用它观察动物细胞细胞器的一般步骤：

尼康 TS2 显微镜样品准备

细胞培养：选择合适的动物细胞系，如 HepG2 细胞（人肝癌细胞系），在细胞培养瓶中使用含 10% 胎牛血清、1% 双抗（青霉素 - 链霉素混合液）的 DMEM 培养基，置于 37℃、5% CO₂的培养箱中培养。

细胞固定：当细胞生长至汇合度约 80% 时，弃去培养基，用 PBS 缓冲液轻轻洗涤细胞 2 - 3 次。然后加入适量 4% 多聚甲醛溶液，室温下固定 15 - 20 分钟。

细胞通透：固定完成后，吸去多聚甲醛溶液，用 PBS 洗涤 3 次，每次 5 分钟。接着加入 0.1% Triton X - 100 的 PBS 溶液，室温孵育 10 - 15 分钟，使细胞膜具有通透性。

封闭：用 PBS 洗去 Triton X - 100 溶液，然后加入含有 5% 牛血清白蛋白（BSA）的 PBS 溶液，室温封闭 30 分钟，以减少非特异性结合。

抗体孵育：

吸去封闭液，加入稀释好的特异性一抗，如抗线粒体的兔多克隆抗体（1:100 稀释），4℃孵育过夜。

次日，用 PBS 洗涤细胞 3 次，每次 10 分钟，以去除未结合的一抗。

加入相应的荧光标记二抗，如山羊抗兔 IgG - FITC（异硫氰酸荧光素标记，1:200 稀释），室温下避光孵育 1 - 2 小时。

孵育结束后，用 PBS 洗涤 3 次，每次 10 分钟，洗去未结合的二抗。

细胞核染色：用含有 DAPI（4',6 - 二脒基 - 2 - 苯基吲哚）的染液对细胞进行染色，终浓度为 1 μg/mL，室温下避光染色 5 - 10 分钟。染色完成后，用 PBS 洗去多余的 DAPI 染液。

封片：在载玻片上滴加适量的抗荧光淬灭封片剂，然后将细胞爬片小心地转移到载玻片上，盖上盖玻片，尽量避免产生气泡。

尼康 TS2 显微镜显微镜设置

光源调节：打开汞灯或 LED 光源，预热 15 - 30 分钟，使光源稳定。根据荧光染料的激发波长，选择合适的激发光滤光片组。例如，对于 FITC 标记的细胞器，选择蓝光激发滤光片组；对于 DAPI 标记的细胞核，选择紫外光激发滤光片组。

物镜选择：根据观察需求和细胞大小，选择合适的物镜。低倍物镜（如 10×）可用于观察细胞整体分布，高倍物镜（如 40×、63× 或 100× 油镜）用于观察细胞器的细节。观察细胞器一般使用 63× 或 100× 油镜以获得高分辨率图像。

光路调整：

调节聚光镜的高度和孔径光阑，使光线均匀照亮样品。对于高倍物镜，适当减小孔径光阑可提高图像对比度。

在荧光观察时，通过调节荧光光路中的反射镜和透镜，确保激发光准确照射样品，且发射的荧光能有效被收集和成像。

尼康 TS2 显微镜观察与分析

定位细胞：将制备好的样品放在载物台上，用低倍物镜找到细胞群体，调节粗准焦螺旋和细准焦螺旋使细胞图像清晰。移动载物台，选择细胞形态良好、分布均匀的区域进行观察。

切换高倍物镜：在低倍物镜下确定观察区域后，小心切换到高倍物镜，注意避免物镜碰到样品。切换后，微调细准焦螺旋使细胞器图像达到最佳清晰度。

观察细胞器：根据荧光标记的颜色和位置观察细胞器分布。如线粒体被 FITC 标记为绿色，呈点状或短棒状分布于细胞质中；细胞核被 DAPI 标记为蓝色，位于细胞中央。可观察细胞器的形态、数量、分布特点以及与其他细胞器或细胞结构的相对位置关系。

图像采集与分析：使用显微镜自带的成像系统采集细胞和细胞器图像。利用图像分析软件，如 NIS - Elements 软件，测量细胞器的大小、数量、荧光强度等参数，还可通过对不同荧光通道图像的叠加和分析，研究细胞器间的相互关系和空间分布规律。